La filaire la plus recherchée est Onchocerca volvulus. Elle sévit principalement en Afrique tropicale, en Amérique Centrale et Australe. Deux autres filaires cutanées sur lesquelles nous reviendront sont peu ou pas pathogènes. Ce sont Mansonella streptocerca et Mansonella ozzardi. Nous allons dans la suite de cet article travailler à montrer l’intérêt clinique de la recherche, le prélèvement, et la microscopie en montrant leurs différences. Encore une fois, bien faire le diagnostic biologique est important à cause de la différence de pathogénicité.

Sommaire

• Intérêt clinique
• Technique de prélèvement
  • Sur lame
  • En tube
• Procédure pour analyse
  • Entre lame et lamelle
  • Etat coloré
• Lecture microscopique

Intérêt clinique

Onchocerca volvulus, responsable de l’onchocercose peut causer:

• Des nodules: ceux-ci sont formés par encapsulement de vers adultes par du tiqseux fibreux sous sous-cutané. C’est le siège de nombreuses microfilaires nées de femelles adultes. Et donc un site de prélèvement privilégié.
• Une dermatite sévère avec irritations et papules, avec dépigmentation pouvant défigurer le patient. Cette dermatite est causée par la mort des microfilaires.
• Enfin, la cecite. Elle est dite « des rivières « . Ici aussi, la mort des microfilaires dans l’oeil est à l’orgine d’une inflammation des tissus de l’oeil. D’où la cecite.

Cas de Mansonella streptocerca

Une infestation à cette dernière est généralement asymptomatique ou cause des démangeaisons avec dermatite, hypopigmentation, et épaississement de la peau. Elle est répandue en forêts humides: particulièrement au Ghana, en RDC, au Nigéria, et au Cameroun.

Cas de Mansonella ozzardi

Elle peut aussi être trouvée dans le sang. Infestation asymptomatique ou à l’origine d’une arthrite chronique, et d’ éruptions cutanées. Répandue dans certains pays de l’ océan indien, en Amérique Centrale et Australe.

Technique de prélèvement

Pour les patients présentant des nodules

Il faut rechercher les nodules:

• Sur le flanc
• A la hanche
• Sur le tibia
• Sur l’omoplate

Il faudra prélever la peau au centre des nodules.

Pour les patients sans nodules

Il faudra prélever la peau:

• En haut des fesses, dans la partie réservée aux injections intramusculaires (1)
• Sur la partie supérieure externe des mollets (2)
• ou au centre de l’omoplate (3) en cas de recherche négative précédente.

Dans tous les cas, l’on conseille de faire 6 prélèvements : 2 aux fesses, 2 aux mollets, 2 aux omoplates avant de conclure à une recherche négative.

Procédure du prélèvement

Que ce soit pour une analyse sur lame ou en tube

• Désinfecter le site à l’alcool à 70
• Avec la main gauche(pour les droitiers), piquer et insérer la pointe de l’aiguille stérile sous l’épiderme de 2 ou 3 mm seulement
• Tirer la peau avec la partie insérée de l’aiguille
• Avec la main droite, placer la lame de bistouri au dessus de la pointe de l’aiguille tirant la peau
• Couper d’un coup sec le morceau de peau tirée le plus près possible de la pointe de l’aiguille.

Le morceau doit être exsangue et être de 2 à 3 mm de large.

A chaque fois, déposer le morceau sur lame ou dans le tube selon la méthode et après prélèvement, nettoyer à l’alcool l’endroit du prélèvement et recouvrir d’un pansement adhésif.

Procédure pour analyse

Préparation des lames

A partir des lames

Il faut au préalable avoir étiqueté les 6 lames disposées dans un plateau, et y avoir déposé une goutte d’eau physiologique.

• Déposer chaque morceau de peau dans la goutte d’eau physiologique
• Recouvrir de la lamelle et laisser sédimenter les microfilaires
• Lire les lames après 3 minutes, maximum 10.

A partir du culot du tube

• Immerger la peau dans un tube conique contcontenant 1 ml d’eau physiologique. Laisser reposer 4h.
• Retirer la peau avec des pinces sans la déchirer (pour éviter de déchirer aussi la microfilaire) et la poser sur une lame. Recouvrir de la lamelle
• Centrifuger le tube à vitesse moyenne pendant 5 minutes, jeter le surnageant, et transferer le culot sur lame. Recouvrir de la lamelle

Analyse de l’état frais

• Examiner les 2 préparations sur lame à l’objectif 10X. Quantifier: rares, quelques, peu nombreuses, nombreuses.
• Si la lecture est négative, re-immerger les morceaux de peau et reincuber pendant la nuit. Re-examiner le lendemain avant de déclarer les lames négatives.

Analyse de l’état coloré

• Enlever la lamelle, laisser sécher à l’air libre complètement
• Fixer à l’éthanol ou au méthanol absolu pendant 2 à 3 mn
• Colorer au Giemsa
• Lire à l’objectif 40X et à l’objectif 100X à huile à immersion.

Résultats : lecture microscopique

Lecture de l’ état frais

si l’on a posé directement la biopsie dans l’eau physiologique, l’on pourra avoir la situation ci-dessous décrite par un manuel de l’ OMS

Si l’on a examiné le culot de centrifugation entre lame et lamelle après fixation au formol à 10%, on aura:

2 ml de formol s’ajoute 15 mn après que l’on ait déposé la biopsie dans l’eau physiologique. Pendant ces 15 minutes, les microfilaires quittent le morceau de peau.

Lecture de l’ état coloré

ci-dessous un tableau récapitulatif des caractéristiques à rechercher pour différencier les microfilaires cutanées.

Ci dessous, nous avons d’abord:

Et pour être plus précis encore , voyons le champ microscopique comparatif que montre le manuel de l’ OMS sus cité:

Ds est pris pour Dipetalonema streptocerca, autrement dit Mansonella.

Notez la différence de tailles, y compris celles des têtes, et l’aspect de la queue déjà évoquée plus haut.

En conclusion

Onchocerca volvulus peut causer défigurations et cecite. Aussi est-il capital de d’abord retrouver les microfilaires cutanées, ensuite de les identifier correctement. C’est une affection essentiellement tropicale, et il est important de garder à l’esprit les maladies tropicales négligées lors de sa pratique de soignant.

Bibliographie

1.Organisation Mondiale de la Santé. (1982). Manuel des techniques de base pour le laboratoire médical. Sur la base d’un manuel antérieur de Levy-Lambert Etienne

2.Cheesbrough M.(2010). District Laboratory Practice in Tropical Countries. Part 1. Cambridge Press university.

3.Zeibig E.A. (2013). Clinical Parasitology. Elsevier.

Avertissement

Les procédures ci ci-dessus décrites doivent faire l’objet d’une approbation par votre directeur technique avant leur application dans votre laboratoire.

Les auteures:

-Rédigé par Renée A. LEYEBE, titulaire d’une Licence en Sciences de la Santé, option Analyses Médicales

-Validé par Petronile NGO ETOUNDE, titulaire d’un Master en Microbiologie et Immunologie.